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La mesure des forces intracellulaires est un enjeu crucial pour la biologie moderne. Une méthode de choix est la méthode de piège optique. Le projet consiste à développer une nouvelle voie expérimentale combinant pinces optiques et imagerie de fluorescence pour l’étude des forces exercées sur différentes organelles directement piégées dans le cytoplasme. La difficulté consiste à découpler la propriété rhéologique de la cellule, la production de force interne liée à l’activité de l'ATP (acto-myosine, dynéine, kinésine) et la dynamique de l’adhérence entre les organelles. L'originalité de notre système consiste à mesurer simultanément ces forces intracellulaires et les propriétés viscoélastiques du cytoplasme par pince optique. Deux méthodes émergentes ont été récemment publiées et permettent de mesurer directement des forces sur cellule vivante : Fluctuation Dissipation Optical Tweezers (FDTOT [1]) et Force Spectrum Microscopy (FSM)[2]. Ces méthodes utilisent des propriétés de l’équilibre thermodynamique en haute fréquence pour déduire la réponse linéaire du milieu (méthode FSM) ou bien estimer le piège optique (méthode FDT) dans un milieu inconnu par l’application du théorème de fluctuation-dissipation. En combinant les mesures des mesures passive et active, nous pouvons accéder aux forces s’appliquant sur la sonde (méthode FDT) ou bien aux propriétés rhéologique de la cellule (FSM) [1][2]. Cependant ces mesures seront très largement influencées par la physique d’adhérence de la sonde (ou de l'organelle piégée telle que des vésicules lipidiques). La combinaison de l'optique rapide (déflection rapide du laser), d'une méthode de suivi 3D référencée par interférométrie, et de l'imagerie de fluorescence nous donnera une information supplémentaire sur la dynamique d'adhérence des organelles piégées (voir animation). Dans ce cas, une mesure complète des forces exercés sur l'organelle devrai être possible sans connaissance à priori.
Cette méthode s'adapte à différents modèles biologiques : de la cellule unique jusqu'au tissue (levure, cellule humaine, épithélium de culture MDCK, tissue de drosophile). Ces mesures directes renforceront les stratégies de modélisation du vivant dans le cadre de la morphogénèse (activité scientifique de l'équipe Suzanne). Elles renforceront aussi la compréhension de la transmission de l'information génétique au cours de la mitose ('Equipe Tournier du LBCMCP). Enfin, elle ouvre des nouvelles perspectives concernant le transport des vésicules lipidiques, de l'activité cytoplasmique intracellulaire dans des contextes telle que l'apoptotose, la sénescence ou la mitose [1]. La figure 2 résume les différentes stratégies développées pour les différents modèles cellulaires.
GuillaumeGay (société dabcam)
[1] Blehm, B. H., Schroer, T. A., Trybus, K. M., Chemla, Y. R., & Selvin, P. R. (2013). In vivo optical trapping indicates kinesin’s stall force is reduced by dynein during intracellular transport. Proceedings of the National Academy of Sciences, 110(9), 3381-3386.
[2] Guo, M., Ehrlicher, A. J., Jensen, M. H., Renz, M., Moore, J. R., Goldman, R. D., ... & Weitz, D. A. (2014). Probing the stochastic, motor-driven properties of the cytoplasm using force spectrum microscopy. Cell, 158(4), 822-832.
